Citometría de flujo - Flow cytometry

Citometría de flujo
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Un tubo de citómetro de flujo con pajita de succión.
Clasificación Citometría
Analitos Células o partículas
Otras tecnicas
Relacionado Contador de rejas

La citometría de flujo (FC) es una técnica que se utiliza para detectar y medir las características físicas y químicas de una población de células o partículas.

En este proceso, una muestra que contiene células o partículas se suspende en un líquido y se inyecta en el instrumento de citómetro de flujo. La muestra se enfoca para que fluya idealmente una celda a la vez a través de un rayo láser, donde la luz dispersada es característica de las celdas y sus componentes. Las células a menudo se etiquetan con marcadores fluorescentes para que la luz se absorba y luego se emita en una banda de longitudes de onda. Se pueden examinar rápidamente decenas de miles de células y una computadora procesa los datos recopilados.

La citometría de flujo se utiliza de forma rutinaria en la investigación básica, la práctica clínica y los ensayos clínicos . Los usos de la citometría de flujo incluyen:

Un analizador de citometría de flujo es un instrumento que proporciona datos cuantificables de una muestra. Otros instrumentos que utilizan citometría de flujo incluyen clasificadores de células que separan físicamente y, por lo tanto, purifican las células de interés en función de sus propiedades ópticas.

Historia

El primer dispositivo de citometría de flujo basado en impedancia , que utiliza el principio de Coulter , se describió en la patente estadounidense 2.656.508, concedida en 1953 a Wallace H. Coulter . Mack Fulwyler fue el inventor del precursor de los citómetros de flujo actuales, en particular el clasificador de células. Fulwyler desarrolló esto en 1965 con su publicación en Science . El primer dispositivo de citometría de flujo basado en fluorescencia (ICP 11) fue desarrollado en 1968 por Wolfgang Göhde de la Universidad de Münster , solicitado la patente el 18 de diciembre de 1968 y comercializado por primera vez en 1968/69 por el desarrollador y fabricante alemán Partec a través de Phywe AG en Göttingen. . En ese momento, los métodos de absorción todavía eran ampliamente favorecidos por otros científicos sobre los métodos de fluorescencia . Poco después, se desarrollaron instrumentos de citometría de flujo, incluido el Citofluorógrafo (1971) de Bio / Physics Systems Inc. (más tarde: Ortho Diagnostics), el PAS 8000 (1973) de Partec, el primer instrumento FACS (clasificación de células activadas por fluorescencia) de Becton Dickinson (1974), el ICP 22 (1975) de Partec / Phywe y las epopeyas de Coulter (1977/78). Amphasys (2012) presentó el primer citómetro de flujo de impedancia de alta frecuencia sin etiquetas basado en un "laboratorio en chip" patentado de microfluidos, Ampha Z30.

Nombre de la tecnología

El nombre original de la tecnología de citometría de flujo basada en fluorescencia era "citofotometría de pulso" ( alemán : Impulszytophotometrie ), basado en la primera solicitud de patente sobre citometría de flujo basada en fluorescencia. En la Quinta Conferencia de la American Engineering Foundation sobre Citología Automatizada en Pensacola (Florida) en 1976, ocho años después de la introducción del primer citómetro de flujo basado en fluorescencia (1968), se acordó utilizar comúnmente el nombre "citometría de flujo", un término que rápidamente se hizo popular.

Para obtener más detalles históricos, consulte citometría .

Citómetros de flujo

Diagrama esquemático de un citómetro de flujo, desde el enfoque de la vaina hasta la adquisición de datos.

Los citómetros de flujo modernos pueden analizar muchos miles de partículas por segundo, en "tiempo real" y, si se configuran como clasificadores de células, pueden separar y aislar activamente partículas con propiedades ópticas específicas a velocidades similares. Un citómetro de flujo es similar a un microscopio , excepto que, en lugar de producir una imagen de la célula, la citometría de flujo ofrece una cuantificación automatizada de alto rendimiento de parámetros ópticos específicos célula por célula. Para analizar tejidos sólidos , primero se debe preparar una suspensión unicelular.

Un citómetro de flujo tiene cinco componentes principales: una celda de flujo, un sistema de medición, un detector, un sistema de amplificación y una computadora para el análisis de las señales. La celda de flujo tiene una corriente líquida (fluido envolvente), que transporta y alinea las celdas para que pasen una sola fila a través del haz de luz para la detección. El sistema de medición utiliza comúnmente la medición de impedancia (o conductividad) y sistemas ópticos: lámparas ( mercurio , xenón ); láseres de alta potencia refrigerados por agua ( argón , criptón , láser de colorante); láseres de baja potencia refrigerados por aire (argón (488 nm), rojo-HeNe (633 nm), verde-HeNe, HeCd (UV)); láseres de diodo (azul, verde, rojo, violeta) que producen señales de luz. El detector y el sistema de conversión de analógico a digital (ADC) convierte las mediciones analógicas de luz de dispersión directa (FSC) y luz de dispersión lateral (SSC), así como señales de fluorescencia específicas de colorante en señales digitales que pueden ser procesadas por una computadora. . El sistema de amplificación puede ser lineal o logarítmico .

El proceso de recopilación de datos de muestras utilizando el citómetro de flujo se denomina "adquisición". La adquisición está mediada por una computadora conectada físicamente al citómetro de flujo y el software que maneja la interfaz digital con el citómetro. El software es capaz de ajustar parámetros (por ejemplo, voltaje, compensación) para la muestra que se está probando y también ayuda a mostrar la información inicial de la muestra mientras adquiere datos de la muestra para asegurar que los parámetros estén configurados correctamente. Los primeros citómetros de flujo eran, en general, dispositivos experimentales, pero los avances tecnológicos han permitido aplicaciones generalizadas para su uso en una variedad de propósitos tanto clínicos como de investigación. Debido a estos desarrollos, se ha desarrollado un mercado considerable para la instrumentación, el software de análisis, así como los reactivos utilizados en la adquisición, como los anticuerpos marcados con fluorescencia .

Los instrumentos modernos suelen tener varios láseres y detectores de fluorescencia. El récord actual de un instrumento comercial es de diez láseres y 30 detectores de fluorescencia. El aumento del número de láseres y detectores permite el etiquetado de múltiples anticuerpos y puede identificar con mayor precisión una población objetivo por sus marcadores fenotípicos . Ciertos instrumentos pueden incluso tomar imágenes digitales de células individuales, lo que permite el análisis de la ubicación de la señal fluorescente dentro o sobre la superficie de las células.

Hardware

Sistema de fluídica de un citómetro de flujo.

Las células deben pasar uniformemente a través del centro de los rayos láser enfocados para medir con precisión las propiedades ópticas de las células en cualquier citómetro de flujo. El propósito del sistema fluídico es mover las células una por una a través del rayo láser y por todo el instrumento. Los fluídicos en un citómetro de flujo con capacidades de clasificación de células también utilizan la corriente para transportar células clasificadas a tubos de recolección o pozos.

Enfoque hidrodinámico

Artículo principal: Enfoque hidrodinámico

Para el posicionamiento preciso de las células en un chorro de líquido, en la mayoría de los citómetros se utiliza el enfoque hidrodinámico. Las células en suspensión entran en el instrumento encerradas por un fluido de vaina exterior. El núcleo de la muestra se mantiene en el centro del fluido de la vaina. La velocidad de entrada de la muestra o la rapidez con que fluyen las células a la interrogación con láser se puede controlar mediante la presión del fluido de la envoltura en el núcleo de la muestra. En condiciones óptimas, la corriente de fluido central y el fluido envolvente no se mezclan.

Enfoque hidrodinámico asistido por acústico

La tecnología de enfoque acústico se utiliza en algunos citómetros de flujo para apoyar el enfoque hidrodinámico. Las ondas acústicas (> 2 MHz) preenfocan la muestra antes de introducirla en el fluido envolvente. Luego, la muestra preenfocada se inyecta en el núcleo hidrodinámico y se hace fluir a través del instrumento. Esto puede ayudar a aumentar la precisión de los datos con altas tasas de entrada de muestras.

Óptica y electrónica

Filtros ópticos

La luz emitida por los fluoróforos se encuentra en un espectro de longitudes de onda, por lo que la combinación de varios fluoróforos puede causar superposición. Para agregar especificidad, se utilizan filtros ópticos y espejos dicroicos para filtrar y mover la luz a los detectores, como los tubos fotomultiplicadores (PMT) o los fotodiodos de avalancha (APD). Los filtros ópticos están diseñados como filtros de paso de banda (BP), de paso largo (LP) o de paso corto (SP). La mayoría de los citómetros de flujo utilizan espejos dicroicos y filtros de paso de banda para seleccionar bandas específicas del espectro óptico.

Prismas, rejillas y citometría de flujo espectral

La citometría de flujo espectral utiliza prismas o rejillas de difracción para dispersar la luz emitida por un marcador a través de una matriz de detectores. Esto permite medir los espectros completos de cada partícula. Los espectros medidos de células individuales se desmezclan posteriormente utilizando espectros de referencia de todos los colorantes usados ​​y el espectro de autofluorescencia. Esto puede permitir un diseño de panel más amplio y la aplicación de nuevos marcadores biológicos.

Citometría de flujo de imágenes

La citometría de flujo de imágenes (IFC) captura imágenes multicanal de células. Los detectores utilizados en las plataformas de imágenes pueden equiparse con un dispositivo de carga acoplada (CCD) o un semiconductor de óxido metálico complementario (CMOS) para capturar imágenes de células individuales.

Análisis de los datos

Artículo principal: Bioinformática de citometría de flujo

Compensación

Artículo principal: Compensación (citometría)

Cada fluorocromo tiene un amplio espectro de fluorescencia. Cuando se usa más de un fluorocromo, puede ocurrir la superposición entre fluorocromos. Esta situación se denomina superposición de espectro. Es necesario superar esta situación. Por ejemplo, el espectro de emisión para FITC y PE es que la luz emitida por la fluoresceína se superpone a la misma longitud de onda cuando pasa a través del filtro utilizado para PE. Esta superposición espectral se corrige eliminando una parte de la señal FITC de las señales PE o viceversa. Este proceso se llama compensación de color, que calcula un fluorocromo como un porcentaje para medirse a sí mismo.

La compensación es el proceso matemático mediante el cual se corrige la superposición espectral de datos citométricos de flujo multiparamétricos. Dado que los fluorocromos pueden tener un espectro de amplio alcance, pueden superponerse, provocando el resultado indeseable de confusión durante el análisis de los datos. Esta superposición, conocida como desbordamiento y cuantificada en el coeficiente de desbordamiento, suele ser causada por detectores de un determinado fluorocromo que miden un pico significativo en la longitud de onda de un fluorocromo diferente. El álgebra lineal se usa con mayor frecuencia para hacer esta corrección.

En general, cuando se muestran gráficos de uno o más parámetros, es para mostrar que los otros parámetros no contribuyen a la distribución mostrada. Especialmente cuando se utilizan parámetros que son más del doble, este problema es más grave. Actualmente, no se han descubierto herramientas para mostrar parámetros multidimensionales de manera eficiente. La compensación es muy importante para ver la distinción entre celdas.

Análisis de una muestra marina de picoplancton fotosintético por citometría de flujo que muestra tres poblaciones diferentes ( Prochlorococcus , Synechococcus y picoeukaryotes )

Puerta

Los datos generados por los citómetros de flujo se pueden representar en una sola dimensión , para producir un histograma , o en gráficos de puntos bidimensionales, o incluso en tres dimensiones. Las regiones de estos gráficos se pueden separar secuencialmente, en función de la intensidad de la fluorescencia , mediante la creación de una serie de extracciones de subconjuntos, denominadas "puertas". Existen protocolos de activación específicos con fines diagnósticos y clínicos, especialmente en relación con la hematología . Las células individuales individuales a menudo se distinguen de los dobletes de células o agregados superiores por su "tiempo de vuelo" (también denominado "ancho de pulso") a través del rayo láser de enfoque estrecho.

Las gráficas se hacen a menudo en escalas logarítmicas. Debido a que los espectros de emisión de diferentes tintes fluorescentes se superponen, las señales en los detectores deben compensarse tanto electrónica como computacionalmente. Los datos acumulados con el citómetro de flujo se pueden analizar mediante software. Una vez que se recopilan los datos, no es necesario permanecer conectado al citómetro de flujo y el análisis se realiza con mayor frecuencia en una computadora separada. Esto es especialmente necesario en las instalaciones principales donde el uso de estas máquinas tiene una gran demanda.

Análisis computacional

Los avances recientes en la identificación automatizada de poblaciones mediante métodos computacionales han ofrecido una alternativa a las estrategias tradicionales de activación. Los sistemas de identificación automatizados podrían ayudar potencialmente a encontrar poblaciones raras y ocultas. Los métodos automatizados representativos incluyen FLOCK en Immunology Database and Analysis Portal (ImmPort), SamSPECTRAL y flowClust en Bioconductor y FLAME en GenePattern . La incrustación de vecinos estocásticos distribuidos en T (tSNE) es un algoritmo diseñado para realizar la reducción de dimensionalidad, para permitir la visualización de datos multidimensionales complejos en un "mapa" bidimensional. Los esfuerzos de colaboración han dado como resultado un proyecto abierto llamado FlowCAP (Citometría de flujo: Evaluación crítica de métodos de identificación de poblaciones), para proporcionar una forma objetiva de comparar y evaluar los métodos de agrupación de datos de citometría de flujo, y también para establecer una guía sobre el uso y la aplicación apropiados de estos. métodos.

Controles FMO

Los controles de fluorescencia menos uno (FMO) son importantes para la interpretación de datos cuando se construyen paneles multicolores, en los que una célula se tiñe con varios fluorocromos simultáneamente. Los controles FMO proporcionan una medida del desbordamiento de fluorescencia en un canal determinado y permiten la compensación. Para generar un control FMO, una muestra se tiñe con todos los fluorocromos excepto el que se está probando, lo que significa que si está usando 4 fluorocromos diferentes, su control FMO debe contener solo 3 de ellos (ejemplo: fluorocromos - A, B, C, D; FMO: ABC_, AB_D, A_CD, _BCD).

Clasificación celular por citometría de flujo

La clasificación celular es un método para purificar poblaciones celulares en función de la presencia o ausencia de características físicas específicas. En los citómetros de flujo con capacidad de clasificación, el instrumento detecta células utilizando parámetros que incluyen el tamaño celular, la morfología y la expresión de proteínas, y luego la tecnología de gotas para clasificar las células y recuperar los subconjuntos para uso posexperimental.

El primer prototipo de clasificador fue construido en el Laboratorio Nacional de Los Alamos (LANL) en 1965 por el físico Mack J. Fulwyler al unir un sensor de volumen Coulter con la impresora de inyección de tinta recién inventada. El clasificador de células vivas o clasificador de células activadas por fluorescencia (FACS) fue generado por Len Herzenberg , quien posteriormente ganó el Premio de Kyoto en 2006 por su trabajo fundamental.

Clasificación celular mediante citometría de flujo y tecnología de gotitas

Los clasificadores de células de citometría de flujo tienen un sistema de recolección a diferencia de los analizadores de citometría de flujo. El proceso de recolección comienza cuando se inyecta una muestra en una corriente de fluido envolvente que pasa a través de la celda de flujo y se intercepta el láser. Luego, la corriente lleva la celda a través de una boquilla vibratoria que genera gotas y la mayoría contiene una celda o ninguna. Se coloca un anillo de carga eléctrica justo en el punto donde la corriente se rompe en gotitas y se coloca una carga en el anillo inmediatamente antes de medir la intensidad de la fluorescencia; la carga opuesta queda atrapada en la gota cuando se desprende de la corriente y, por lo tanto, las gotas se cargan. Las gotas cargadas luego caen a través de un sistema de deflexión electrostática que desvía las gotas a contenedores en función de su carga. En algunos sistemas, la carga se aplica directamente a la corriente y la gota que se desprende retiene la carga del mismo signo que la corriente. Luego, la corriente se vuelve a neutralizar después de que la gota se desprende. Una vez recolectadas, estas células se pueden cultivar, manipular y estudiar más a fondo.

Etiquetas

Uso de citometría de flujo para medir la variación del número de copias de una secuencia de ADN específica ( Flow-FISH )

La citometría de flujo utiliza las propiedades de la luz dispersada por las células o partículas para la identificación o medición cuantitativa de las propiedades físicas. Las etiquetas, tintes y tintes se pueden usar para análisis multiparamétrico (entienda más propiedades sobre una célula). La inmunofenotipificación es el análisis de poblaciones heterogéneas de células utilizando anticuerpos marcados y otros reactivos que contienen fluoróforos, como tintes y tintes.

Etiquetas fluorescentes

Artículo principal: fluoróforo

Se puede utilizar una amplia gama de fluoróforos como marcadores en citometría de flujo. Los fluoróforos, o simplemente "flúores", se unen típicamente a un anticuerpo que reconoce una característica diana en la célula; también pueden estar unidos a una entidad química con afinidad por la membrana celular u otra estructura celular. Cada fluoróforo tiene un pico característico de excitación y longitud de onda de emisión , y los espectros de emisión a menudo se superponen. En consecuencia, la combinación de etiquetas que se pueden utilizar depende de la longitud de onda de la lámpara (s) o láser (s) utilizados para excitar los fluorocromos y de los detectores disponibles. Se cree que el número máximo de etiquetas fluorescentes distinguibles es 17 o 18, y este nivel de complejidad requiere una optimización laboriosa para limitar los artefactos, así como algoritmos de deconvolución complejos para separar espectros superpuestos. La citometría de flujo utiliza la fluorescencia como herramienta cuantitativa; la máxima sensibilidad de la citometría de flujo es incomparable con otras plataformas de detección fluorescente, como la microscopía confocal . La sensibilidad de fluorescencia absoluta es generalmente más baja en microscopía confocal porque las señales fuera de foco son rechazadas por el sistema óptico confocal y porque la imagen se construye en serie a partir de mediciones individuales en cada lugar de la celda, lo que reduce la cantidad de tiempo disponible para recolectar la señal. .

Puntos cuánticos

Los puntos cuánticos se utilizan a veces en lugar de los fluoróforos tradicionales debido a sus picos de emisión más estrechos.

Etiquetado de isótopos

Artículo principal: Citometría de masas

La citometría de masas supera el límite de marcaje fluorescente mediante la utilización de isótopos de lantánidos unidos a anticuerpos. En teoría, este método podría permitir el uso de 40 a 60 etiquetas distinguibles y se ha demostrado para 30 etiquetas. La citometría de masas es fundamentalmente diferente de la citometría de flujo: las células se introducen en un plasma , se ionizan y los isótopos asociados se cuantifican mediante espectrometría de masas de tiempo de vuelo . Aunque este método permite el uso de un gran número de marcadores, actualmente tiene una capacidad de rendimiento menor que la citometría de flujo. También destruye las células analizadas, impidiendo su recuperación por clasificación.

Matriz de perlas citométricas

Además de la capacidad de marcar e identificar células individuales mediante anticuerpos fluorescentes, también se pueden medir productos celulares como citocinas, proteínas y otros factores. De manera similar a los ensayos ELISA en sándwich, los ensayos citométricos de matriz de perlas ( CBA ) utilizan múltiples poblaciones de perlas típicamente diferenciadas por tamaño y diferentes niveles de intensidad de fluorescencia para distinguir múltiples analitos en un solo ensayo. La cantidad de analito capturado se detecta mediante un anticuerpo biotinilado contra un epítopo secundario de la proteína, seguido de un tratamiento con estreptavidina-R-ficoeritrina. La intensidad fluorescente de la R-ficoeritrina en las perlas se cuantifica en un citómetro de flujo equipado con una fuente de excitación de 488 nm. Las concentraciones de una proteína de interés en las muestras se pueden obtener comparando las señales fluorescentes con las de una curva estándar generada a partir de una dilución en serie de una concentración conocida del analito. Comúnmente también se conoce como matriz de perlas de citocinas (CBA).

Citometría de flujo de impedancia

Los sistemas de análisis de celda única basados ​​en impedancia se conocen comúnmente como contadores Coulter . Representan un método bien establecido para contar y dimensionar prácticamente cualquier tipo de células y partículas. La tecnología sin etiquetas se ha mejorado recientemente mediante un enfoque basado en " laboratorio en un chip " y mediante la aplicación de corriente alterna (CA) de alta frecuencia en el rango de radiofrecuencia (de 100 kHz a 30 MHz) en lugar de una corriente estática directa. campo de corriente (CC) o CA de baja frecuencia. Esta tecnología patentada permite un análisis celular de alta precisión y proporciona información adicional como la capacitancia y viabilidad de la membrana . El tamaño relativamente pequeño y la robustez permiten el uso in situ alimentado por batería en el campo.

Parámetros medibles

Aplicaciones

La tecnología tiene aplicaciones en varios campos, que incluyen biología molecular , patología , inmunología , virología, biología vegetal y biología marina . Tiene una amplia aplicación en medicina, especialmente en trasplantes, hematología, inmunología y quimioterapia de tumores, diagnóstico prenatal, genética y clasificación de espermatozoides para la preselección de sexo . La citometría de flujo se aplica ampliamente para detectar anomalías en los espermatozoides asociadas con la fragmentación del ADN en ensayos de fertilidad masculina . Además, se utiliza ampliamente en la investigación para la detección de daños en el ADN , escisión de caspasas y apoptosis . La citometría de flujo fotoacústica se utiliza en el estudio de bacterias resistentes a múltiples fármacos (más comúnmente MRSA) para detectar, diferenciar y cuantificar bacterias en la sangre marcadas con bacteriófagos teñidos. En neurociencia , también se puede analizar la coexpresión de la superficie celular y los antígenos intracelulares. En microbiología, se puede utilizar para cribar y clasificar bibliotecas de mutantes de transposones construidas con un transposón que codifica GFP (TnMHA) o para evaluar la viabilidad. En la ingeniería de proteínas, la citometría de flujo se usa junto con la presentación de levaduras y la presentación de bacterias para identificar variantes de proteínas que se muestran en la superficie celular con las propiedades deseadas. Las principales ventajas de la citometría de flujo sobre la histología y la IHC es la posibilidad de medir con precisión las cantidades de antígenos y la posibilidad de teñir cada célula con múltiples anticuerpos-fluoróforos, en los laboratorios actuales se pueden unir alrededor de 10 anticuerpos a cada célula. Esto es mucho menos que el citómetro de masas donde actualmente se pueden medir hasta 40, pero a un precio más alto y a un ritmo más lento.

Investigación acuática

En los sistemas acuáticos, la citometría de flujo se utiliza para el análisis de células autofluorescentes o células marcadas con fluorescencia con tintes añadidos. Esta investigación comenzó en 1981 cuando Clarice Yentsch usó citometría de flujo para medir la fluorescencia en una marea roja que producía dinoflagelados. Al año siguiente, los investigadores publicaron mediciones de citometría de flujo de múltiples especies de algas que podían distinguirse en función de sus características de fluorescencia. En 1983, los investigadores marinos estaban ensamblando sus propios citómetros de flujo o usando citómetros de flujo disponibles comercialmente en muestras de agua de mar recolectadas en las Bermudas para demostrar que las células de fitoplancton se podían distinguir del material no vivo y que las cianobacterias se podían clasificar de una comunidad mixta y posteriormente cultivar en el laboratorio. La citometría de flujo también permitió a los investigadores marinos distinguir entre Prochlorococcus de fluorescencia débil y microorganismos heterotróficos, una distinción que es difícil con las evaluaciones basadas en microscopía. Los avances en la tecnología permiten ahora a los científicos acuáticos utilizar citómetros de flujo de forma continua durante los cruceros de investigación y los citómetros de flujo se utilizan para proporcionar imágenes de células de fitoplancton individuales. Los científicos marinos utilizan la capacidad de clasificación de los citómetros de flujo para realizar mediciones discretas de la actividad y diversidad celular, realizar investigaciones sobre las relaciones mutualistas entre microorganismos que viven en las proximidades y medir las tasas biogeoquímicas de múltiples procesos en el océano.

Ensayo de proliferación celular

La proliferación celular es la función principal del sistema inmunológico. A menudo es necesario analizar la naturaleza proliferativa de las células para sacar algunas conclusiones. Uno de estos ensayos para determinar la proliferación celular es el éster succinimidílico de diacetato de carboxifluoresceína de seguimiento (CFSE). Ayuda a controlar las células proliferativas. Este ensayo proporciona datos tanto cuantitativos como cualitativos durante los experimentos de series de tiempo. Este tinte se une covalentemente con las moléculas de larga duración presentes en el interior de la célula. Cuando las células se dividen, las moléculas también se dividen y las células hijas poseen la mitad del tinte que la población madre. Esta disminución de la intensidad se puede visualizar mediante citometría de flujo. En la literatura, esta poderosa técnica de citometría de flujo y CFSE se ha utilizado para encontrar la eficiencia de las células T en la destrucción de las células diana en cánceres como la leucemia. Con el fin de visualizar la muerte de la célula diana, tanto rápida como lenta, los científicos han utilizado el marcaje CFSE con tinción de anticuerpos de ciertos tipos de células y microperlas marcadas con fluorescencia. Esto también proporcionó información sobre la proliferación de las células diana tras el tratamiento de ciertas citocinas.

Ver también

Notas

Referencias

Otras lecturas

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enlaces externos

Recursos de la biblioteca sobre
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